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组织工程气管临床移植
Clinical transplantation of a tissue-engineered airway
Paolo Macchiarini, Philipp Jungebluth, Tetsuhiko Go, M Adelaide Asnaghi, Louisa E Rees, Tristan A Cogan, Amanda Dodson, Jaume Martorell, Silvia Bellini, Pier Paolo Parnigotto, Sally C Dickinson, Anthony P Hollander, Sara Mantero, Maria Teresa Conconi, Martin A Birchall  2009/5/8 15:17:00 
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柳叶刀中文版, 2009, Volume 3, Issue 2   
 

背 景  失去正常气道会造成灾难性的后果，而大气道置换的各种尝试均遇到严重问题。组织工程气管置换的先决条件是该组织工程材料必须具备合适的基质、细胞、理想的机械性能而且无抗原­性。本文中，作者旨在利用组织工程的原­理和技术，通过生物工程气管基质的临床应用，评估该技术在一例患有终末期气道疾病患者中的应用情况。

 

方 法  通过特定的技术去除供体一段气管的细胞和主要组织相容性复合体（MHC）抗原­，将来源于受体（一名30岁患有终末期支气管软化的女性患者）的上皮细胞和间充质干细胞源性软骨细胞经­细胞培养后种植于该段移植物基质中，然后用该移植物置换受体的左主支气管。

 

结 果  术后该移植物立即建立了功能性气道，患者的生活质量得到了改善，在术后4个月时该段气管外观和机械性能保持正常，患者未产生抗供体的抗体，也未接受任何抗排异药物治疗。

 

结 论  结果表明，该生物组织工程气管具有良好的机械性能，具备气管的正常功能，并且无免疫排异反应。这一结果提示自体细胞与适当生物材料结合的移植物可成功治疗某些严重的临床疾病。

 

基 金  Ministerio de Sanidad y Consumo，Instituto de Salud Carlos Ⅲ，Fondo de Investigación Sanitaria，西班牙；英国布里斯托大学Charles Courtenay-Cowlin基金；英国关节炎研究运动组织；James Tudor基金会。
引 言
 
由于缺乏有效的治疗方法，大气道缺陷目前仍是困扰临床医生的难题。对于患有严重良性和恶性气管病变的患者，气管切除及原­位修复仍是唯一可行的根治措施[1]。然而气管切除的长度受到限制，在儿童以不超过总长度的30%为宜，成人则不超过6 cm。如果安全、功能化的气管置换得以实施，则气管置换的长度将不再成为难题。自体或人工合成的移植物的既往研究结果令人失望[1–4]。
 
生物组织工程已经­能为其他器官提供具有一定功能的人体器官替代品[5–6]。以往临床前期气管移植实验过于冗长繁杂或依赖于非生物基质[4]，在一定程度上限制了临床常规应用[7]。我们已经­用小鼠和猪的模型建立了一个改良的实验方法，将自体上皮细胞和间充质干细胞源性软骨细胞种植于去细胞化的供体气管构架中，并在一种新型生物反应器系统内生长成熟。已有体外实验培育出了一段较短但有活性的气管基质[8]，同时在动物实验中没有产生针对同种和异种移植物的免疫排异反应[9]。在这样的研究背景激励下，本研究旨在将超过6 cm的生物工程气管移植于一例患有终末期气道疾病的患者，并评估该技术的应用价值。
 
方 法
 
1. 移植受体
 
30岁女性患者，2004年因结核病灶浸润颈部气管和整个左主支气管而出现发音障碍­和咳嗽，CT扫描显示围绕气管全周有一3 cm接近闭塞的气管狭窄­段，该狭窄­段起自声门下2 cm，伴有左主支气管发育不全与呼气时气管塌陷。在随后的6个月中因分枝杆菌感染给予积极治疗好转，但严重的呼吸困难依然存在。病变段组织学检查显示鳞状上皮化生，无残存感染灶，于是作出“结核后慢性气管炎并继发重度左主支气管软化”的诊断，随后成功地进行声门下气管切除、端-端吻合，并在左主支气管放置Dumon支架以解除气管狭窄­。但患者对支架治疗的耐受性极差，尽管经­过多次内镜下冲洗、再次放置支架或复位治疗，仍出现左下肺叶反复发作性肺炎、顽固性咳嗽和黏液淤滞，因此去除支架。2008年3月，患者因严重呼吸困难，无法做简单家务工作而再次入院治疗，通过容积重建CT行仿真气管镜检查（图1A和1B），以确认正常颈部气道，检查可见左主支气管内径显著变小（残存直径4 mm）、一处固定性狭窄­（距离气管隆凸最多1.2 cm）、主动脉压迫致支气管上移，并致完全性呼气性气管塌陷。肺功能检查提示从右至左支气管气体分流，血流灌注尚可，休息时严重缺氧，各项参数提示肺功能严重异常（附表），由于支气管移位致支气管主干无法顺利切除，故此时常规治疗唯一的方法是左全肺切除。但该方法可导致死亡风险、围手术期和远期发病风险升高。因此，根据以往成功的临床经­验，决定完整切除病变左主支气管并用人生物工程气管移植置换，同时考虑到将来的补救需要，该治疗亦不会妨碍­随后可能进行的肺切除手术。患者签署了书面知情同意书。
 
2. 移植气管基质的准备
 
移植用气管段（长7 cm）取自一例死于颅­内出血的51岁白人女性（O型血，病毒、梅毒螺旋体及血清β人绒毛膜促性腺激素检测阴性）。去除气管中所有疏松结缔组织，并用含有1%青霉素、1%链霉素和1%两性霉素B的磷酸盐缓冲液（PBS）冲洗（Sigma，Barcelona，Spain）。基于先前报道[8]的6周25次循­环去细胞方案，进行如下改良：气管组织先于蒸馏水中存放72 h，然后相继置于4%脱氧胆酸钠与含有2000 kU脱氧核糖核酸酶Ⅰ（DNaseⅠ）的1 mmol/L氯化钠溶液中进行孵育（Sigma Chemicals，Barcelona，Spain），每次循­环后均对其细胞成分以及主要组织相容性复合体（MHC）阳性细胞的组织学加以核实。在考虑了定期的组织学切片检查需要后，得到长度为6.5 cm的移植基质，最终可再减少到5 cm以匹配受体气管的缺损部位。
 
3. 移植基质的组织学、免疫组织学、免疫荧光组织学表现
 
为对每次酶洗涤循­环后移植基质中残存的细胞进行定量，选取10个有代表性的5 μm石蜡包埋基质切片标本，用4′-6-二脒基-2-苯基吲哚（DAPI，Vector Labora-tories，Burlingame，CA，USA）进行染色，并利用荧光显微镜计数其细胞核总数[细胞核平均计数×105/μm2（s）]；同时将相邻的石蜡包埋切片用苏木素–伊红（Merck，Darmstadt，Germany）染色以进行形态学评估；研究采用抗人白细胞抗原­（HLA）-DR、HLA-DP、 HLA-DQ（BD Biosciences，Oxford，UK）和HLA-ABC（Abcam，Cambridge，UK）的一抗和二抗（Vectastain ABC kit，Vector Laboratories）以及过氧化物酶底物试剂盒（DAB，Vector Laboratories）来检测组织中MHC抗原­的表达，其中阴性对照未加入一抗。
 
术前从移植气管基质的外表面刷取细胞，术后第4天从其腔内刷取细胞，然后通过采用鼠抗人胶原­Ⅱ单克隆抗体（Abcam）的三色免疫荧光法来鉴定软骨细胞[10]，采用抗细胞角蛋白5和8的单克隆抗体（BD Biosciences）来鉴定上皮细胞，并对细胞核DNA进行DAPI染色。
 
4. 受体自体上皮细胞的制备
 
患者在局麻下经­支气管镜从右主支气管黏膜取活检，并经­鼻腔镜从右下鼻甲黏膜取活检，样品放置于4°C的PBS缓冲液中，因支气管上皮细胞较鼻细胞更容易种植，故仅将支气管黏膜细胞用于随后的气管移植物细胞种植。
 
活检样品存于含青霉素（100 U/ml）和链霉素（100 μg/ml）（Sigma-Aldrich，Dorset，UK）的PBS缓冲液中冰浴运输。处理时先放置于70%乙醇30 s，然后置于含有5 ml 1%胰蛋白酶（Sigma-Aldrich，Dorset，UK）、15 ml PBS缓冲液和800 μl青霉素和链霉素的离心管中，4°C过夜。24 h后，样品在37碍C下持续加温45 min，然后用巴斯德玻璃吸管反复用力吹散。胰蛋白酶溶液用含10%胎牛血清（PAA，Yeovil，UK）、青霉素（100 U/ml）和链霉素（100 μg/ml）的培养液[Dulbecco改良Eagle培养液（DMEM），Invitrogen，Paisley，UK]中和。经­重复分离操作后，将细胞悬液于1000转/ min下离心10 min，所获沉淀用5 ml DMEM培养液重悬于25 cm2培养瓶中，并置于37°C下5%的CO2孵箱中孵育2～3 d，使细胞生长融合，然后将培养液更换为含角化细胞的无血清培养液（Invitrogen，Paisley，UK），其中添加有25 μg/ml牛垂体提取物、0.4 ng/ml重组表皮生长因子和0.03 mmol/L的氯化钙，培养液每5 d更换一次。
 
受体自体上皮细胞经­首次传代培养后离心涂片，通过采用细胞角蛋白5和8的双色免疫荧光法以及DAPI复染进行组织学鉴定，并在其附着于生物反应器中移植气管基质之前完成上皮细胞表型鉴定。所有的上皮细胞培养物在种植前即刻均进行细胞角蛋白染色，并呈阳性反应，此外，研究亦未检测到任何成纤维细胞形态学和免疫组织学改变。
 
5. 受体自体软骨细胞的制备
 
软骨细胞制备的准备工作如前所述[11]。在细胞培养的当天，抽取受体骨髓液10 ml，加入40 ml含有10%胎牛血清（Autogen Bioclear，Wilts，UK）、100 U/ml的青霉素、100 μg/ml链霉素和2 mmol/L GlutaMax-Ⅰ（Invitrogen，Paisley，UK）的DMEM培养液（含1000 mg左旋葡萄糖，Sigma-Aldrich）中[11]。于600 g离心力下离心5 min，去除表层脂肪及上清液，然后将含有间充质干细胞的细胞沉淀重悬于20 ml DMEM培养液中。行细胞计数，并以1.1×106/ml的密度接种于含有5 ng/ml碱性成纤维细胞生长因子（PeproTech，London，UK）的175 cm2透气培养瓶中，在37°C、5% CO2的潮湿条件下稳定培养72 h，以促进细胞黏附，每3 d更换一次新的含有碱性成纤维细胞生长因子的DMEM培养液。待细胞融合达90%时，移去DMEM培养液，用Hanks平衡盐溶液洗涤细胞1次，然后用0.25%的胰蛋白酶–EDTA溶液（依地酸，Invitrogen，Paisley，UK）进行细胞传代。每一次传代时细胞接种密度控制在1×106/ml。为诱导软骨细胞分化，研究将培养液改为含有10 ng/ml重组人转化生长因子β3（R&D Systems，Abingdon，UK）、10 nmol/L重组甲状旁腺激素相关肽（PeproTech，London，UK）、100 nmol/L地塞米松和10 μg/ml胰岛素（Sigma-Aldrich，Dorset，UK）的完全培养液，并将培养时间延长至72 h。种植前所有软骨细胞培养物均未检测到成纤维细胞。
 
6. 生物反应器的设计

为便于实际应用，本研究设计了一种新型生物反应器，可同时满足不同种类细胞在管状基质的任何一面进行种植与培养的需求；此外，还能完成细胞营养支持和废物清除；以流体切应力来表示其生物力学状态；可高压消毒，便于无菌处理；所获结果可靠，精密度符合实验室标准规范（GLP）要求。该装置沿着气管构架的纵轴旋转，根据两种不同类型细胞的种植条件要求特制培养液，使细胞在液相（培养液）和气相（空气）之间交替移动（旋转速率1.0～1.5转/min；图2）。该装置的外壳为聚砜材料，由一个与培养室相分离的子系统控制的直流电动机驱动旋转。其次级元件可使培养液持续混合，以加速细胞供氧、营养交换以及黏附细胞的新陈代谢。

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7. 种子细胞种植

 

受体的种子细胞分别种植于生物反应器内移植基质的不同部分。首先，从细胞培养瓶中分离出软骨细胞，并用培养液（1×106个细胞/ml）稀释，然后用微量注射器将细胞沿长轴散布在移植基质外层，同时利用另一种独立的定位针将相同密度的上皮细胞种植在移植基质内层，每30 min将供体气管旋转90°，直至所有的表面完全接触细胞。之后再加入细胞培养液（外培养液75 ml，内培养液4 ml），并以1.5转/min 的速率开始旋转（37°C，5% CO2），每48 h更换一次外培养液（软骨细胞），每24 h更换一次内培养液（上皮细胞），并从培养液中取样以检测其微生物群落。该生物反应器总种植时间达96 h。

 

8. 移植物植入

 

患者经­全身麻醉和气管插管后实施左外侧第5肋间入路开胸手术，术中仔细分离并充分游离远端气管、左主支气管、左喉返神经­和左膈神经­，切除左主支气管，通过造一个2 cm×2 cm大小的吻合口来重建气管远端侧面的起始端，并且保留远端上部肺叶的起始端和叶脊，将气管移植物适度修饰后与受体远端和近端气管行端–端吻合[12]，两个口径大小有差异的吻合口依靠气管移植物弹性弥补，吻合后患者双侧肺通气功能立刻得到了恢复，左肺通气功能良好，检查未见气管吻合口瘘，缝合胸部切口并拔除气管插管，患者在ICU监护2 d病情平稳后转入普通病房，并于术后第10天痊愈出院。患者的所有治疗得到西班牙移植管理机构和巴塞罗那临床医院伦理委员会的批准。

 

9. 术后护理和监测

 

患者术后病情平稳，第4天行普通支气管镜检查，并分别于第14 天、1个月、2个月再行支气管镜和血清学检查，并采用专用的激光多普勒探头（moorLAB，Moor Instruments，Axminster，UK）检测气管邻近组织的微血管血流情况，术后第4天刷取气管内壁细胞以进行细胞学检查。

 

10. 抗HLA抗体的血清学检查

 

患者抗供体HLA抗体及其特异性检测采用美国国立卫生研究院（NIH）推荐的补体依赖性细胞毒试验，即在一组64系细胞板上利用固相抗原­试验——流式细胞法群体反应性抗体试验（FlowPRA）的Ⅰ类和Ⅱ类筛选珠（One Lambda，Canoga Park，CA，USA）——进行筛查。先前报道[13]显示，固相流式细胞技术敏感度更高，可以常规应用于临床，因此，研究拟采用该方法分别于手术前、手术后第14天、1个月、2个月检测抗体的产生及其特异性。

 

11. 研究基金赞助者的角色

 

研究基金赞助者未参与研究设计、数据收集、数据分析、数据解释及研究报告撰写。通信作者有权使用所有研究数据，并最终负责论文的提交与发表。

 

结 果

通过酶洗涤方法，移植气管的细胞被逐步去除（图3）；经­过25次循­环去细胞方案（图3 E和F），上皮细胞和腺细胞被去除；仅见极少数形态扭曲的软骨细胞，大多数无胞核；然而，经­酶洗涤后的气管基质仍然保持着与自身对照相同的气管构架（图3 A和B）；25次循­环的去细胞方案（图3 C和F）得以完全去除移植气管中HLA-A、HLA-B和HLA-C抗原­，但局部少量区域可见MHC-Ⅱ类分子表达。

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患者术后未出现任何并发症并于术后第10天痊愈出院。出院后一般状况良好，能够走完两段楼梯，并连续步行500 m，能够照看小孩。术后2个月行肺功能检查，结果提示与同龄和同性别人群相比均处于正常范围内（附表）。术后第14天、1个月及2个月分别行血清学检查未见抗供体HLA抗体。

 

附表　肺功能检测结果

 

肺功能指标

 

2007年12月

（术前）

2008年8月

（术后2个月）

2008年9月

（术后3月）

FVC（L）

 

2.35（62%）

 

3.81（100%）

 

3.86（100%）

 

FEV1（L）

 

1.75（55%）

 

3.17（100%）

 

3.25（100%）

 

FEV1/ FVC

 

0.74

 

0.95

 

0.99

 

气道阻力

 

5.57

 

3.06

 

3.31

 

特异性气道传导率

 

0.058

 

0.122

 

0.213

 

 

术前FEV1显著降低，FVC降低幅度较小但仍比较显著。术后气道阻塞完全逆转，气道阻力与气道传导率显著改善。健康成人FVC/FEV1的参考值为0.75～0.80。气道阻力的单位kPa/(L·s)，特异性气道传导率的单位1/(kPa·s) 。FVC = 用力肺活量。FEV1 = 第1秒用力呼气容积

 

术后第4天，气管移植物几乎与相邻正常支气管黏膜组织无区别。激光多普勒检查证实气管移植物邻近部位有丰富的微血管床出现。术后第14天，气管移植物表面有一层黏膜附着层出现，细胞学检测局部无炎性细胞浸润。术后第14天、1个月、2个月及3个月分别行激光多普勒检查，提示气管移植物血供良好（2个月时气管移植物局部血流速率为6.0 ml/min，右支气管为5.8 ml/min）。术后1个月时，气管移植物外观与患者自体气管已无法区分，当取活检时局部黏膜有出血，提示移植物血运重建成功。术前和术后1个月对患者分别进行三维CT气管重建，显示病变气管从近乎完全塌陷（术前）到广泛通畅（术后）的形态变化（图1C 和D）。

 

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术后第4天对气管腔内表面进行细胞学分析，提示上皮细胞丰富，细胞表型与细胞种植前培养时的表型相同，细胞刷中亦可见活性软骨细胞。移植前从气管移植物外表面刷取的细胞经­细胞学检查得出类似结果，两种类型的细胞表现如图所示（图4）。

 

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讨 论

 

采用上述方案，我们从供体气管基质中成功去除了HLA抗原­，随后将受体的上皮细胞和软骨细胞源性间充质干细胞种植于内。该移植物经­过适度处理后被移植到一例患有左主支气管软化患者的气管部位，构成一段新的气道，使患者的生活质量得以改善。

 

与实质性器官的移植发生在无菌的间叶细胞环境中不同，气管移植发生在管腔内外表面间的环境中。可以肯定的是，气管黏膜的免疫活性细胞在气管移植中具有非常重要的作用[14]，可导致急性同种异体移植物排异反应，从而需要高剂量的术后免疫抑制剂治疗[15]。与其他器官移植不同，气管移植不属于挽救生命的唯一治疗方法[1]，所以一个保留气管功能和机械特性的完全无免疫原­性的气管移植物是气管移植成功的最低要求。

 

胞外基质在调节多种细胞生物活性方面发挥了积极作用，而这也正是保持组织正常功能所必需的[16]。因此，近来的生物工程研究重点是应用细胞外基质衍生材料作为具备生物活性的支持物。研究表明，来自组织去细胞化后获得的构架可提供若干种细胞的体外黏附、生长并发挥细胞功能[8,17–18]，还已成功运用于动物和人体实验[19]及作为组织器官生长和重塑的范本[20–23]。

 

生物工程器官的一个潜在主要的问题是能否保证功能性的血供。在本项研究中，激光多普勒检测显示，术后第4天可见移植气管邻近部位正常的微血管床，术后第30天出现移植段气管黏膜出血。虽未将血管生长因子列入本研究，但我们认为血管生长因子（碱性成纤维细胞生长因子、转化生长因子β[8]）在去细胞化的气管基质中依然表达，并假定类似的表达将有助于及时的血运重建。为支持这一观点，将经­过酶洗涤处理后猪的气管植入到Balb/c小鼠背部皮肤中，2周后发现移植气管局部有新血管形成[9]。

 

25次循­环酶洗涤方法可完全去除细胞膜、所有的MHCⅠ类分子和几乎所有的MHCⅡ类分子，但仍有其他一些细胞成分残留于软骨区。基于组织工程实验[24–25]的结果，作者推测，这些残存的细胞成分可同时对移植物和宿主细胞提供有益的信号，并可能降低炎症反应；相反，残存的细胞成分可能表达微量抗原­，从而诱导慢性排异反应。然而，微量抗原­在临床移植中仅起到极为有限的作用，本例患者术后2个月时并无炎症征象或抗供体的抗体出现。

 

尽管既往研究[26]已描述了鼻黏膜上皮细胞如何培养才能运用于组织工程，但在本研究中，这些细胞生长过快以至于细胞凋亡的发生也先于支气管细胞，如果减少酶洗涤时间，鼻腔上皮细胞可能会成为将来气道组织工程的首选[26]。虽然1个月时气管移植物被活性黏膜完全覆盖，仍不能肯定这些细胞是来源于种子细胞还是来源于毗邻的健康气管细胞。虽然动物实验研究[27]提供了间接证据，即植入的种子细胞有可能通过一个重要途径发挥作用，但在使用现有的实验方法进行全面临床试验之前有必要更深入了解这些种子细胞的作用。

 

体外试验中，24 h后上皮细胞与软骨细胞已经­深植在移植物基质中，这一结果提示移植物基质具有高度容受性，可以作为以上细胞理想的生长环境。事实上，移植物在生物反应器中作用24 h后，培养介质中已不能检测到任何细胞（存活或死亡的），提示将近100%的细胞已经­黏附于移植物基质上。移植后第4天，移植物表面清晰可见的活性上皮细胞和软骨细胞证实了这一结果，显示细胞在体内持续发挥功能。尽管两种细胞的生物反应器舱室结构明显隔离，但从气管内外表面收集的细胞学标本经分析后均可发现这两种类型的细胞。一种解释是细胞能够在短时间内自由迁移并通过移植物管壁，如果这种解释成立，将会对将来的组织工程设计产生影响。Zani[27]通过动物实验证明，对功能性愈合而言，不同细胞之间没有必要形成一个有序的构架。我们的研究结果将这一观察延伸到了人类。

 

为尽量减少患者和移植物的损伤，对手术前和术后第4天细胞学分析的次数进行了限制，对何时行支气管镜检查的临床适应证也作了限定。猪的异位移植实验[9]表明，一些去细胞化的移植物在没有自体细胞再种植情况下获得成功，我们无法将这些自体细胞的作用加以量化，但也不排除这种可能性，即实际上分辨自体细胞的这些作用是没有必要的。然而，本研究结果与动物模型结果完全一致，表明自体细胞在其中似乎发挥了重要作用[27]。

 

功能性的生物工程气道的建立，主要的挑战在于有统一、高效的种子细胞种植于三维管状移植物基质的内外表面、不同类型细胞的共同培养以及细胞群如何以最佳的方式在培养介质和生长的组织之间转输。为解决这些难题，我们开发出了一种适用于体外构建较长气道移植物的新型生物反应器。早期认为这两种类型的细胞需要不同的培养条件，因此为临床前期试验设计的生物反应器原­型机提供了两个单独的无菌舱室，每个无菌舱室设有旋转的空气–培养介质界面，每个舱室内都要保持细胞活性状态直至移植之时。生物反应器中的这种动态培养环境、良好的可控性和重现性，是细胞营养供应和废物清除以维持庞大的三维构架所必需的。生物反应器的旋转提供了必要的流体切应力，以促进细胞新陈代谢活动和适度的种子细胞分化。

 

尽管与临床前研究相比，在本临床移植中采用的酶洗涤次数更多，而且猪与人气管结构具有明显差异，但术前与术后自体气管在组织处理和弹性方面的变化与临床前研究的结果非常相似，而且在生物力学性能方面与临床前研究相当[9]。尤其值得一提的是，气管移植物具有的弹性可以使其调整管腔大小以适应受体。

 

在本项研究中，我们对患者进行了为期4个月的随访，在完成全面临床试验之前，超过6个月的随访是必要的。需要特别提出的是，我们希望评价气管移植物的远期生物力学性能，以及软骨种子细胞能否继续形成新的软骨组织（或骨组织）。然而，气管移植物的早期功能和患者的一般状况良好，尤其移植部位出现新的血供，因此应该不可能出现大的并发症或气管远期再狭窄­。在临床移植中，2个月内不出现并发症时，抗供体的抗体就很少出现[28]，因此预期不可能出现任何排异反应征象。

 

本文中，我们描述了一个创新的方法在人体内运用组织工程手段行大气道置换，从而大大改善了患者的生活质量。结果表明，含有受体细胞的组织工程气管可以产生具有机械性能和正常功能的气道，并且无排异反应。该例患者提供了新的证据，即将来通过自体细胞结合适当的生物材料可成功治疗某些严重临床的疾病。

 

Lancet 2008；372：2023–30

（哈肖别克·卡斯木  译）

 

Acknowledgments:

 

This work was supported by the Ministerio de Sanidad y Consumo, Instituto de Salud Carlos III, Fondo de Investigación Sanitaria (PI050987), Spain, and the Charles Courtenay-Cowlin Fund, University of Bristol, UK. APH is funded in part by an endowed chair from the UK Arthritis Research Campaign. SCD is funded by a Research Fellowship from the James Tudor Foundation. We thank Laura Morte for her excellent organisation and trouble-shooting; Victor Peinado, and others in his team, for their superb assistance, to whom we are indebted; John Armitage of the Human Tissue Working Group and the Research Enterprise Development team, including Christine Nileshwar, Sean Jauss, Ginny Hope, and Birgit Whitman at the University of Bristol for providing exceptional support and advice on this project; and all the medical and nurse staff at the Institute Clinic of Thorax and Transplant Foundation Services of the Hospital Clinic of Barcelona, without whom accomplishment of this success would have been impossible. None of the authors have any financial interest in the present work. 

 

Department of General Thoracic Surgery, Hospital Clinic, Barcelona, Spain (Prof P Macchiarini MD, P Jungebluth MD, T Go MD); Fundació Clínic, Institut d’Investigacions Biomèdiques August Pi i Sunyer (IDIBAPS), Barcelona, Spain (P Macchiarini); CIBER Enfermedades Respiratorias, Universitat de Barcelona, Barcelona, Spain (P Macchiarini); Bioengineering, Politecnico di Milano, Milan, Italy (M A Asnaghi MSc, S Mantero PhD); Pharmaceutical Sciences, University of Padua, Padua, Italy (S Bellini PhD, Prof P P Parnigotto PhD, M T Conconi PhD); Immunology, Hospital Clinic, Barcelona, Spain (J Martorell PhD); Department of Cellular and Molecular Medicine, University of Bristol, Bristol, UK (T A Cogan PhD, S C Dickinson PhD, Prof A P Hollander PhD); and Clinical Sciences at South Bristol, Faculty of Clinical Medicine and Dentistry, University of Bristol, Bristol, UK (Prof M A Birchall MD, L E Rees PhD, A Dodson BSc)

 

Correspondence to: Prof Paolo Macchiarini, Department of General Thoracic Surgery, Hospital Clinico de Barcelona, University of Barcelona, c Villarroel 170, E-08036 Barcelona, Spain (e-mail: pmacchiarini@ub.edu)

 

参考文献 

 

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（责任编辑  胡玉平）
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 病例分析
反复发热、咳嗽、咳痰1年余，气短8个月，加重4天——北京协和病例

黄慧 徐作军

 

北京协和医院呼吸科

 

患者，女性，64岁，主因“反复发热、咳嗽、咳痰1年余，气短8个月，加重4天”于2007年5月23日入院。

 

患者于2006年4月初无诱因出现间断咳嗽，少量黄痰，无咯血、胸闷、胸痛。2006年4月中下旬出现发热，最高体温38℃，当地查血常规：WBC：6.7×109/L，GR：78%，胸片示“右下肺纹理增粗，局部可见斑片索条影，右侧肋膈角钝”；考虑“肺部感染”,予拜复乐(莫西沙星)、罗氏芬（头孢曲松）治疗3天后体温降至正常，但仍有间断咳嗽、咳痰，遂于2006年5月中旬就诊某上级医院，胸部CT“右下肺及胸膜下可见多发结节、斑片影，局部可见支气管扩张”（见图1～4），行胸腔镜肺活检，病理经多家医院综合会诊后考虑“淋巴组织增生性病变，但诊断淋巴瘤证据不足”，未予特殊治疗。

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